Везде

ОБНБиоорганическая химия Russian Journal of Bioorganic Chemistry

  • ISSN (Print) 0132-3423
  • ISSN (Online) 1998-2860

РОЛЬ ФОСФОЛИПИДНЫХ ПРОИЗВОДНЫХ ЦИКЛОДЕКСТРИНОВ В ФОРМИРОВАНИИ СТАБИЛЬНЫХ ЛИПИДНЫХ НАНОЧАСТИЦ ДЛЯ ДОСТАВКИ ЛЕКАРСТВЕННЫХ ПРЕПАРАТОВ

Вы можете
Код статьи
S19982860S0132342325030013-1
DOI
10.7868/S1998286025030013
Тип публикации
Обзор
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Белицкая Е. Д.
  • Аффилиация:
    ФГБУНГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН
    ФГАОУ ВО “Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)”
Олейников В. А.
  • Аффилиация:
    ФГБУНГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН
    Национальный исследовательский ядерный университет “МИФИ”
Залыгин А. В.
  • Аффилиация:
    ФГБУНГНЦ “Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова” РАН
    ФГБУН “Физический институт им. П.Н. Лебедева” РАН, Троицкое обособленное подразделение, включающее “Троицкий Технопарк ФИАН”
Том/ Выпуск
Том 51 / Номер выпуска 3
Страницы
375-387
Аннотация
Рассмотрены физические методы исследования структурных характеристик комплексов включения супрамеров фосфолипидных производных циклодекстринов. Эта модификация придает циклодекстрину дополнительные структурные особенности, повышая его растворимость и стабильность в водных средах. Подобные новые соединения могут самособираться в водной среде в различные типы супрамолекулярных нанокомплексов. Биомедицинские применения предусмотрены для наноинкапсулирования молекул лекарственных средств в гидрофобных межцепочечных объемах и нанополостях амфифильных циклодекстринов (служащих в качестве носителей лекарственных средств или фармацевтических вспомогательных веществ), противоопухолевой фототерапии, доставки генов, а также для защиты нестабильных активных ингредиентов путем комплексообразования включений в наноструктурированных средах. Основное внимание уделяется изучению морфологии наночастиц, т.к. эффективные системы доставки должны соответствовать определенным требованиям. Классические физические методы не могут дать подробной информации о свойствах потенциальных структур для применения в биомедицине. Для этого необходим поиск новых неинвазивных подходов.
Ключевые слова
циклодекстрин функциональные спейсерные липиды адресная доставка лекарств молекулярная динамика малоугловое рентгеновское рассеяние
Дата публикации
07.12.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
6

Библиография

  1. 1. Spencer D.S., Puranik A.S., Peppas N.A. // Curr. Opin. Chem. Eng. 2015. V. 7. P. 84-92. https://doi.org/10.1016/j.coche.2014.12.003
  2. 2. Hassan S., Prakash G., Ozturk A., Saghazadeh S., Sohail M.F., Seo J., Dokmeci M., Zhang Y.S., Khademhosseini A. // Nano Today. 2017. V. 15. P. 91-106. https://doi.org/10.1016/j.nantod.2017.06.008
  3. 3. Singh R., Lillard J.W. // Exp. Mol. Pathol. 2009. V. 86. P. 215-223. https://doi.org/10.1016/j.yexmp.2008.12.004
  4. 4. Hu C.M.J., Fang R.H., Luk B.T., Zhang L. // Nanoscale. 2014. V. 6. P. 65-75. https://doi.org/10.1039/C3NR05444F
  5. 5. Lakkakula J.R., Krause R.W.M. // Nanomedicine. 2014. V. 9. P. 877-894. https://doi.org/10.2217/nnm.14.41
  6. 6. Crini G. // Chem. Rev. 2014. V. 114. P. 10940-10975. https://doi.org/10.1021/cr500081p
  7. 7. Biwer A., Antranikian G., Heinzle E. // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2002. V. 59. P. 609-617. https://doi.org/10.1007/s00253-002-1057-x
  8. 8. Bonnet V., Gervaise C., Djedaïni-Pilard F., Furlan A., Sarazin C. // Drug Discov. Today. 2015. V. 20. P. 1120- 1126. https://doi.org/10.1016/j.drudis.2015.05.008
  9. 9. Mazzaglia A., Bondì M.L., Scala A., Zito F., Barbieri G., Crea F., Vianelli G., Mineo P., Fiore T., Pellerito C., Pellerito L., Costa M.A. // Biomacromolecules. 2013. V. 14. P. 3820-3829. https://doi.org/10.1021/bm400849n
  10. 10. Aranda C., Urbiola K., Méndez Ardoy A., García Fernández J.M., Ortiz Mellet C., de Ilarduya C.T. // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2013. V. 85. P. 390-397. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2013.06.011
  11. 11. Roux M., Sternin E., Bonnet V., Fajolles C., Djedaïni-Pilard F. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 3677-3687. https://doi.org/10.1021/la304524a
  12. 12. Niikura K., Matsunaga T., Suzuki T., Kobayashi S., Yamaguchi H., Orba Y., Kawaguchi A., Hasegawa H., Kajino K., Ninomiya T., Ijiro K., Sawa H. // ACS Nano. 2013. V. 7. P. 3926-3938. https://doi.org/10.1021/nn3057005
  13. 13. Docter D., Westmeier D., Markiewicz M., Stolte S., Knauer S.K., Stauber R.H. // Chem. Soc. Rev. 2015. V. 44. P. 6094-6121. https://doi.org/10.1039/c5cs00217f
  14. 14. Gervaise C., Bonnet V., Wattraint O., Aubry F., Sarazin C., Jaffrès P.A., Djedaïni-Pilard F. // Biochimie. 2015. V. 94. P. 66-74. https://doi.org/10.1016/j.biochi.2011.09.005
  15. 15. Zerkoune L., Angelova A., Lesieur S. // Nanomaterials (Basel). 2014. V. 4. P. 741-765. https://doi.org/10.3390/nano4030741
  16. 16. Auzély-Velty R., Djedaïni-Pilard F., Désert S., Perly B., Zemb T.H. // Langmur. 2000. V. 16. P. 3727-3734. https://doi.org/10.1021/la991361z
  17. 17. Nozaki T., Maeda Y., Ito K., Kitano H. // Macromolecules. 1995. V. 28. P. 522-524. https://doi.org/10.1021/ma00106a016
  18. 18. Kauscher U., Stuart M.C.A., Druc ker P., Galla H.-J., Ravoo B.J. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 7377-7383. https://doi.org/10.1021/la3045434
  19. 19. Erdogar N., Esendaglı G., Nielsen T.T., Şen M., Öner L., Bilensoy E. // Int. J. Pharm. 2016. V. 509. P. 375-390. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2016.05.040
  20. 20. Shao S., Si J., Tang J., Sui M., Shen Y. // Macromolecules. 2014. V. 47. P. 916-921. https://doi.org/10.1021/ma4025619
  21. 21. Moutard S., Perly B., Godé P., Demailly G., Djedaïni-Pilard F. // J. Incl. Phenom. 2002. V. 44. P. 317 -322.
  22. 22. Geze A., Choisnard L., Putaux J.L., Wouessidjewe D. // Mater. Sci. Eng. 2009. V. 29. P. 458-462. https://doi.org/10.1016/j.msec.2008.08.027
  23. 23. Pedersen N.R., Kristensen J.B., Bauw G., Ravoo B.J., Darcy R., Larsena K.L., Pedersen L.H. // Tetrahedron Asymmetry. 2005. V. 16. P. 615-622. https://doi.org/10.1016/j.tetasy.2004.12.009
  24. 24. Yaméogo J.B., Geze A., Choisnard L., Putaux J.L., Gansané A., Sirima S.B., Semdé R., Wouessidjewe D. // Eur. J. Pharm. Biopharm. 2012. V. 80. P. 508-517. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2011.12.007
  25. 25. Essa S., Rabanel J.M., Hildgen P. // Int. J. Pharm. 2010. V. 388. P. 263-273. https://doi.org/10.1016/j.ijpharm.2009.12.059
  26. 26. Bhattacharjee S. // J. Control. Release. 2016. V. 235. P. 337-351. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2016.06.017
  27. 27. Lesieur S., Charon D., Lesieur P., Ringard-Lefebvre C., Muguet V., Duchêne D., Wouessidjewe D. // Chem. Phys. Lipids. 2000. V. 106. P. 127-144. https://doi.org/10.1016/S0009-3084 (00)00149-3
  28. 28. Kasselouri A., Coleman A.W., Baszkin A. // J. Colloid Interface Sci. 1996. V. 180. P. 384-397. https://doi.org/10.1006/jcis.1996.0317
  29. 29. LoPresti C., Massignani M., Fernyhough C., Blanazs A., Ryan A.J., Madsen J., Warren N.J., Armes S.P., Lewis A.L., Chirasatitsin S., Engler A.J., Battaglia G. // ACS Nano. 2011. V. 5. P. 1775-1784. https://doi.org/10.1021/nn102455z
  30. 30. Putaux J.L., Lancelon-Pin C., Legrand F.X., Pastrello M., Choisnard L., Gèze A., Rochas C., Wouessidjewe D. // Langmuir. 2017. V. 33. P. 7917-7928. https://doi.org/10.1021/acs.langmuir.7b01136
  31. 31. Oliva E., Mathiron D., Rigaud S., Monflier E., Sevin E., Bricout H., Tilloy S., Gosselet F., Fenart L., Bonnet V., Pilard S., Diedaini-Pilard F. // Biomolecules. 2020. V. 10. P. 339. https://doi.org/10.3390/biom10020339
  32. 32. Feigin L.A., Svergun D.I. // Structure Analysis by Small-Angle X-Ray and Neutron Scattering. New York: Plenum Press, 1987. V. 1. P. 14-15. https://link.springer.com/book/10.1007/978-1-47576624-0
  33. 33. Auzély-Velty R., Perly B., Taché O., Zemb T., Jéhan P., Guenot P., Dalbiez J.-P., Djedaıni-Pilard F. // Carbohydr. Res. 1999. V. 318. P. 82-90. https://doi.org/10.1016/S0008-6215 (99)00086-5
  34. 34. Roling O., Wendeln C., Kauscher U., Seelheim P., Galla H.-J., Ravoo B.J. // Langmuir. 2013. V. 29. P. 10174-10182. https://doi.org/10.1021/la4011218
  35. 35. Choisnard L., Gèze A., Putaux J.L., Wong Y.S., Wouessidjewe D. // Biomacromolecules. 2006. V. 7. P. 515- 520. https://doi.org/10.1021/bm0507655
  36. 36. Godinho B.M.D.C., Ogier J.R., Darcy R., O’Driscoll C.M., Cryan J.F. // Mol. Pharm. 2013. V. 10. P. 640-649. https://doi.org/10.1021/mp3003946
  37. 37. Chen P., Hub J.S. // Biophys. J. 2015. V. 108. P. 2573- 2584. https://doi.org/10.1016/j.bpj.2015.03.062
  38. 38. Vaskan I.S., Prikhodko A.T., Petoukhov M.V., Shtykova E.V., Bovin N.V., Tuzikov A.B., Oleinikov V.A., Zalygin A.V. // Colloids and Surfaces B: Biointerfaces. 2023. V. 224. P. 113183. https://doi.org/10.1016/j.colsurfb.2023.113183
  39. 39. Zalygin A., Solovyeva D., Vaskan I., Henry S., Schaefer M., Volynsky P., Tuzikov A., Korchagina E., Ryzhov I., Nizovtsev A., Mochalov K., Efremov R., Shtykova E., Oleinikov V., Bovin N. // ChemistryOpen. 2020. V. 9. P. 641-648. https://doi.org/10.1002/open.201900276
  40. 40. Zhou X., Liang J.F. // J. Photochem. Photobiol. A Chemistry. 2017. V. 349. P. 124-128. https://doi.org/10.1016/j.jphotochem.2017.09.032
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека