Везде

ОБНБиоорганическая химия Russian Journal of Bioorganic Chemistry

  • ISSN (Print) 0132-3423
  • ISSN (Online) 1998-2860

РАЗРАБОТКА БАКТЕРИАЛЬНОЙ СИСТЕМЫ ЭКСПРЕССИИ ДЛЯ ПОЛУЧЕНИЯ ГЕМСОДЕРЖАЩИХ БЕЛКОВ НЕЙРОГЛОБИНА И ЦИТОХРОМА С В МЕЧЕННОЙ СТАБИЛЬНЫМИ ИЗОТОПАМИ N/C ФОРМЕ

Вы можете
Код статьи
S19982860S0132342325050159-1
DOI
10.7868/S1998286025050159
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Семенова М. А.
  • Аффилиация: ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
Смирнова О. М.
  • Аффилиация: ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
Бритиков В. В.
  • Аффилиация: ГНУ "Институт биоорганической химии НАН Беларуси"
Бритикова Е. В.
  • Аффилиация: ГНУ "Институт биоорганической химии НАН Беларуси"
Ходненко А. П.
  • Аффилиация: ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
Бершацкий Я. В.
  • Аффилиация: ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
Игнатова А. А.
  • Аффилиация: ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
Бочаров Э. В.
  • Аффилиация:
    ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
    Московский физико-технический институт (национальный исследовательский университет)
Кирпичников М. П.
  • Аффилиация:
    ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
    МГУ имени М.В. Ломоносова, биологический факультет
Долгих Д. А.
  • Аффилиация:
    ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
    МГУ имени М.В. Ломоносова, биологический факультет
Черткова Р. В.
  • Аффилиация: ФГБУН ГНЦ "Институт биоорганической химии им. академиков М.М. Шемякина и Ю.А. Овчинникова" РАН
Том/ Выпуск
Том 51 / Номер выпуска 5
Страницы
899-910
Аннотация
Разработана эффективная система продукции изотопно-меченых гемсодержащих белков нейроглобина и цитохрома с человека. Получены соответствующие штаммы-продуценты, подобраны оптимальные условия культивирования: температура и продолжительность инкубации, состав сред, концентрация индуктора экспрессии. С помощью КД-спектроскопии в дальней и ближней УФ-видимой областях показано, что состав вторичной структуры N-нейроглобина близок к расчетному, а ориентация гема в молекулах преимущественно каноническая. Согласно двумерным Н/N-HSQC спектрам ЯМР нейроглобина и цитохрома с человека, белки свернуты в нативную конформацию с преобладанием -спиральной структуры. Полученная система продукции может быть использована для наработки высокоочищенных препаратов тотально N/C-меченых белков для проведения структурно-динамических исследований с использованием современных методов ЯМР-спектроскопии высокого разрешения.
Ключевые слова
нейроглобин цитохром с ЯМР гемсодержащие белки рекомбинантные белки
Дата публикации
01.05.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
1

Библиография

  1. 1. Paoli M., Marles-Wright J., Smith A. // DNA Cell. Biol. 2002. V. 21. P. 271−80. https://doi.org/10.1089/104454902753759690
  2. 2. Smith L.J., Kahraman A., Thornton J.M. // Proteins. 2010. V. 78. P. 2349–2368. https://doi.org/10.1002/prot.22747
  3. 3. Schweitzer-Stenner R. // Molecules. 2022. V. 27. P. 8751. https://doi.org/10.3390/molecules27248751
  4. 4. Verde C., Giordano D., Bruno S. // Antioxidants. 2023. V. 12. P. 321. https://doi.org/10.3390/antiox12020321
  5. 5. Rivera M., Caigan G.A. // Anal. Bioanal. Chem. 2004. V. 378. P. 1464–1483. https://doi.org/10.1007/s00216-003-2340-0
  6. 6. Burmester T., Weich B., Reinhardt S., Hankeln T. // Nature. 2000. V. 407. P. 520–523. https://doi.org/10.1038/35035093
  7. 7. De Simone G., Sbardella D., Oddone F., Pesce A., Coletta M., Ascenzi P. // Cells. 2021. V. 10. P. 3366. https://doi.org/10.3390/cells10123366
  8. 8. de Vidania S., Palomares-Perez I., Frank-García A., Saito T., Saido T.C., Draffin J., Szaruga M., Chavez-Gutierrez L., Calero M., Medina M., Guix F.X., Dotti C.G. // Front. Neurosci. 2020. 14. P. 562581. https://doi.org/10.3389/fnins.2020.562581
  9. 9. Fiocchetti M., Cracco P., Montalesi E., Fernandez V.S., Stuart J.A., Marino M. // Arch. Biochem. Biophys. 2021. V. 701. P. 108823. https://doi.org/10.1016/j.abb.2021.108823
  10. 10. Hankeln T., Ebner B., Fuchs C., Gerlach F., Haberkamp M., Laufs T.L., Roesner A., Schmidt M., Weich B., Wystub S., Saaler-Reinhardt S., Reuss S., Bolognesi M., De Sanctis D., Marden M.C., Kiger L., Moens L., Dewilde S., Nevo E., Avivi A., Weber R.E., Fago A., Burmester T. // J. Inorg. Biochem. 2005. V. 99. P. 110–119. https://doi.org/10.1016/j.jinorgbio.2004.11.009
  11. 11. Brittain T., Skommer J., Raychaudhuri S., Birch N. // Int. J. Mol. Sci. 2010. V. 11. P. 2306–2321. https://doi.org/10.3390/ijms11062306
  12. 12. Fago A., Mathews A.J., Brittain T. // IUBMB Life. 2008. V. 60. P. 398–401. https://doi.org/10.1002/iub.35
  13. 13. Tejero J. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2020. V. 523. P. 567–572. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2019.12.089
  14. 14. Alvarez-Paggi D., Hannibal L., Castro M.A., Oviedo-Rouco S., Demicheli V., Tortora V., Tomasina F., Radi R., Murgida D.H. // Chem. Rev. 2017. V. 117. P. 13382−13460. https://doi.org/10.1021/acs.chemrev.7b00257
  15. 15. Ow Y.P., Green D.R., Hao Z., Mak T.W. // Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 2008. V. 9. P. 532−542. https://doi.org/10.1038/nrm2434
  16. 16. Dewilde S., Kiger L., Burmester T., Hankeln T., Baudin-Creuza V., Aerts T., Marden M.C., Caubergs R., Moens L. // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. P. 38949–38955. https://doi.org/10.1074/jbc.m106438200
  17. 17. Blank M., Burmester T. // Mol. Biol. Evol. 2012. V. 29. P. 3553–3561. https://doi.org/10.1093/molbev/mss164
  18. 18. Sakamoto K., Kamiya M., Uchida T., Kawano K., Ishimori K. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2010. V. 398. P. 231–236. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2010.06.065
  19. 19. Simonneaux G., Bondon A. // Chem. Rev. 2005. V. 105. P. 2627–2646. https://doi.org/10.1021/cr030731s
  20. 20. Semenova M.A., Chertkova R.V., Kirpichnikov M.P., Dolgikh D.A. // Biomolecules. 2023. V. 13. P. 1233. https://doi.org/10.3390/biom13081233
  21. 21. Bønding S.H., Henty K., Dingley A.J., Brittain T. // Int. J. Biol. Macromol. 2008. V. 43. P. 295–299. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2008.07.003
  22. 22. Guidolin D., Agnati L.F., Tortorella C., Marcoli M., Maura G., Albertin G., Fuxe K. // Int. J. Mol. Med. 2014. V. 33. P. 111–116. https://doi.org/10.3892/ijmm.2013.1564
  23. 23. Tiwari B., Chapagain P.P., Üren A. // Sci. Rep. 2018. V. 8. P. 10557. https://doi.org/10.1038/s41598-018-28836-6
  24. 24. Feng Y., Liu X.-C., Li L., Gao S.-Q., Wen G.-B., Lin Y.-W. // ACS Omega. 2022. V. 7. P. 11510–11518. https://doi.org/10.1021/acsomega.2c01256
  25. 25. Bochkova Z.V., Semenova M.A., Smirnova O.M., Maksimov G.V., Rubin, A.B., Kirpichnikov M.P., Dolgikh D.A., Chertkova R.V., Brazhe N.A. // Int. J. Biol. Macromol. 2025. V. 318. P. 145040. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2025.145040
  26. 26. Marley J., Lu M., Bracken C. J. // J. Biomol. NMR. 2001. V. 20. P. 71–75. https://doi.org/10.1023/a:1011254402785
  27. 27. Britikov V.V., Bocharov E.V., Britikova E.V., Dergousova N.I., Kulikova O.G., Solovieva A.Y., Shipkov N.S., Varfolomeeva L.A., Tikhonova T.V., Timofeev V.I., Shtykova E.V., Altukhov D.A., Usanov S.A., Arseniev A.S., Rakitina T.V., Popov V.O. // Int. J. Mol. Sci. 2022. V. 23. P. 9969. https://doi.org/10.3390/ijms23179969
  28. 28. Yang Y., Allemand F., Guca E., Vallone B., Delbecq S., Roumestand C. // Biomol. NMR Assign. 2015. V. 9. P. 153–156. https://doi.org/10.1007/s12104-014-9563-1
  29. 29. Jeng W.-Y., Chen C.-Y., Chang H.-C., Chuang W.-J. // J. Bioenerg. Biomembr. 2002. V. 34. https://doi.org/10.1023/a:1022561924392
  30. 30. Семенова М.А., Бочкова Ж.В., Смирнова О.М., Игнатова А.А., Паршина Е.Ю., Зиганшин Р.Х., Бочаров Э.В., Браже Н.А., Максимов Г.В., Кирпичников М.П., Долгих Д.А., Черткова Р.В. // Биоорг. химия. 2023. Т. 3. С. 319–330. https://doi.org/10.31857/S013234232303020X
  31. 31. Pepelina T.Y., Chertkova R.V., Dolgikh D.A., Kirpichnikov M.P. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2010. V 36. P. 90–96. https://doi.org/10.1134/s1068162010010097
  32. 32. Chertkova R.V., Bryantseva T.V., Brazhe N.A., Revin V.V., Kudryashova K.S., Yusipovich A.I., Brazhe A.R., Rubin A.B., Dolgikh D.A., Kirpichnikov M.P., Maksimov G.V. // Crystals. 2021. V. 11. P. 973. https://doi.org/10.3390/cryst11080973
  33. 33. Semenova M.A., Smirnova O.M., Ignatova A.A., Parshina E.Y., Maksimov G.V., Kirpichnikov M.P., Dolgikh D.A., Chertkova R.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2023. V. 49. P. 1483–1488. https://doi.org/10.1134/S1068162023060274
  34. 34. Semenova M.A., Bochkova Z.V., Smirnova O.M., Maksimov G.V., Kirpichnikov M.P., Dolgikh D.A., Brazhe N.A., Chertkova R.V. // Curr. Issues Mol. Biol. 2024. V. 46. P. 3364–3378. https://doi.org/10.3390/cimb46040211
  35. 35. Guimaraes B.G., Hamdane D., Lechauve C., Marden M.C., Golinelli-Pimpaneau B. // Acta Crystallogr. D Biol. Crystallogr. 2014. V. 70. P. 1005–1014. https://doi.org/10.1107/S1399004714000078
  36. 36. Kelly S.M., Jess T.J., Price N.C. // Biochim. Biophys. Acta. 2005. V. 1751. P. 119–139. https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2005.06.005
  37. 37. Sebastiani F., Milazzo L., Exertier C., Becucci M., Smulevich G. // J. Raman Spectrosc. 2021. V. 52. P. 2536–2549. https://doi.org/10.1002/jrs.6105
  38. 38. Nagai M., Nagai Y., Aki Y., Sakurai H., Mizusawa N., Ogura T., Kitagawa T., Yamamoto Y., Nagatomo S. // Chirality. 2016. V. 28. P. 585–592. https://doi.org/10.1002/chir.22620
  39. 39. Vallone B., Nienhaus K., Brunori M., Nienhaus G.U. // Proteins. 2004. V. 56. P. 85–92. https://doi.org/10.1002/prot.20113
  40. 40. Du W., Syvitski R., Dewilde S., Moens L., La Mar G.N. // J. Am. Chem. Soc. 2003. V. 125. P. 8080–8081. https://doi.org/10.1021/ja034584r
  41. 41. Pesce A., Dewilde S., Nardini M., Moens L., Ascenzi P., Hankeln T., Burmester T., Bolognes M. // Structure. 2003. V. 11. P. 1087–1095. https://doi.org/10.1016/s0969-2126 (03)00166-7
  42. 42. Geraci G., Parkhurst L.J. // Methods Enzymol. 1981. V. 76. P. 262–275. https://doi.org/10.1016/0076-6879 (81)76127-5
  43. 43. Sambrook J., Fritsch E.F., Maniatis T. // Molecular Cloning: a Laboratory Manual. Cold Spring Harbor: Cold Spring Harbor Press, 1989.
  44. 44. Nicolis S., Monzani E., Ciaccio C., Ascenzi P., Moens L., Casella L. // Biochem. J. 2007. V. 407. P. 89–99. https://doi.org/10.1042/bj20070372
  45. 45. Schagger H., Jagow G. // Anal. Biochem. 1987. V. 166. P. 368–379. https://doi.org/10.1016/0003-2697 (87)90587-2
  46. 46. Mirdita. M., Schütze K., Moriwaki Y., Heo L., Ovchinnikov S., Steinegger M. // Nature Methods. 2022. V. 19. P. 679–682. https://doi.org/10.1038/s41592-022-01488-1
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека