- Код статьи
- S19982860S0132342325040062-1
- DOI
- 10.7868/S1998286025040062
- Тип публикации
- Статья
- Статус публикации
- Опубликовано
- Авторы
- Том/ Выпуск
- Том 51 / Номер выпуска 4
- Страницы
- 612-626
- Аннотация
- Разработан метод анализа нуклеиновых кислот твердофазной ПЦР с удлинением иммобилизованных праймеров в закрытом "пленочном" биочипе при термоциклировании с контролем по встраиванию Су5-флуоресцентно-меченых нуклеотидов методом цифровой флуоресцентной микроскопии по конечной точке. Разработан термостойкий в условиях ПЦР "пленочный" биочип, изготовленный из полиэтилентерефталата (ПЭТ), с внутренней камерой, с ячейками из щеточных полимеров с иммобилизованными праймерами, с каналами для подачи и удаления растворов в камеру биочипа, с низкой теплоемкостью и высокой теплопроводностью тонких пленочных компонентов биочипа, с термоциклированием, с регистрацией результатов методом цифровой флуоресцентной микроскопии через крышку и слой промывной жидкости, не разбирая биочип, в изолированной от внешней среды системе, "лаборатория на чипе". Работоспособность метода и функциональная пригодность пленочного биочипа продемонстрированы при анализе образцов, содержащих ДНК патогенных бактерий Staphylococcus auereus и Legionella pneumophila.
- Ключевые слова
- биочипы твердофазная ПЦР щеточные полимеры иммобилизация олигонуклеотидов
- Дата публикации
- 27.12.2024
- Год выхода
- 2024
- Всего подписок
- 0
- Всего просмотров
- 17
Библиография
- 1. Jiang K.R., Huang J.L., Chen C.C., Su H.G., Wu J.C. // J. Taiwan Inst. Chem. Eng. 2011. V. 42. P. 5–12. https://doi.org/10.1016/j.jtice.2010.04.012
- 2. Yeh C.H., Chang Y.H., Lin H.P., Chang T.C., Lin Y.C. // Sensors and Actuators B: Chemical. 2012. V. 161. P. 1168–1175. https://doi.org/10.1016/j.snb.2011.10.016
- 3. Bourque S.N., Valero J.R., Mercier J., Lavoie M.C., Levesque R.C. // Appl. Environ. Microbiol. 1993. V. 59. P. 523–527. https://doi.org/10.1128/aem.59.2.523-527.1993
- 4. Strichkov B.N., Drohyshev A.L., Mikhailovich V.M., Mirzabekov A.D. // Biotechniques. 2000. V. 29. P. 844–857. https://doi.org/10.2144/00294rr01
- 5. Tillib S.V., Strichkov B.N., Mirzabekov A.D. // Anal. Biochem. 2001. V. 292. P. 155–160. https://doi.org/10.1006/abio.2001.5082
- 6. Mikhailovich V., Lapa S., Gryadunov D., Sobolev A., Strichkov B., Chernyh N., Skotnikova O., Irruganova O., Moroz A., Litvinov V., Vladimirskii M., Perelman M., Chernousova L., Erokhin V., Zasedatelev A., Mirzabekov A. // J. Clin. Microbiol. 2001. V. 39. P. 2531–2540. https://doi.org/10.1128/jcm.39.7.2531-2540.2001
- 7. Khodakov D.A., Zakharova N.V., Gryadunov D.A., Filatov F.P., Zasedatelev A.S., Mikhailovich V.M. // Biotechniques. 2008. V. 44. P. 241–248. https://doi.org/10.2144/000112628
- 8. Damin F., Galbiati S., Ferrari M., Chiari M. // Biosens. Bioelectron. 2016. V. 78. P. 367–373. https://doi.org/10.1016/j.bios.2015.11.091
- 9. Pirrung M.C., Worden J.C., Labriola J.P., Montague-Smith M.P. // Bioorg. Med. Chem. 2001. V. 11. P. 2437–2440. https://doi.org/10.1016/S0960-894X (01)00465-6
- 10. Adessi C., Matton G., Ayala G., Turcatti G., Mermod J., Mayer P., Kawashima E. // Nucleic Acids Res. 2000. V. 28. P. e87. https://doi.org/10.1093/nar/28.20.e87
- 11. Cheng L., Sun B., Sun Y., Xiao P., Ge Q., Zheng Y., Ke X., Zhou Y., Zhang M., Chen P., Lu Z. // J. Nanosci. Nanotechnol. 2010. V. 10. P. 479–486. https://doi.org/10.1166/jnm.2010.1727
- 12. Kranaster R., Ketzer P., Marx A. // Chembiochem. 2008. V. 9. P. 694–697. https://doi.org/10.1002/cbic.200700609
- 13. Shapero M.H., Leuther K.K., Nguyen A., Scott M., Jones K.W. // Genome Res. 2001. V. 11. P. 1926–1934. https://doi.org/10.1101/gr205001
- 14. Lapa S.A., Miftakhov R.A., Klochikhina E.S., Ammur Yu.I., Blagodatskikh S.A., Shershov V.E., Zasedatelev A.S., Chudinov A.V. // Mol. Biol. 2021. V. 55. P. 828–838. https://doi.org/10.1134/S0026893321040063
- 15. Zhu C., Cui J., Hu A., Yang K., Zhao J., Liu Y., Deng G., Zhu L. // Chin. J. Anal. Chem. 2019. V. 47. P. 1751–1758. https://doi.org/10.1016/S1872-2040 (19)61199-0
- 16. van Pelt-Verkul E., Van Belkum A., Hays J.P. // Principles and technical aspects of PCR amplification. Springer Science & Business Media, 2008. https://link.springer.com/book/10.1007/978-1-4020-6241-4
- 17. Aparna G.M., Tetala K.K. // Biomolecules. 2023. V. 13. P. 602. https://doi.org/10.3390/biom13040602
- 18. Brittain W.J., Brandsetter T., Prucker O., Rühe J. // ACS Appl. Mater. Interfaces. 2019. V. 11. P. 39397–39409. https://doi.org/10.1021/acsami.9b06838
- 19. Miftakhov R.A., Ikonnikova A.Y., Vasiliskov V.A., Lapa S.A., Levashova A.I., Kuznetsova V.E., Shershov V.E., Zasedatelev A.S., Nasedkina T.V., Chudinov A.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2023. V. 49. P. 1143–1150. https://doi.org/10.1134/S1068162023050217
- 20. Shishkin I.Yu., Shrylev G.F., Barsky V.E., Lapa S.A., Zasedateleva O.A., Kuznetsova V.E., Shershov V.E., Vasiliskov V.A., Polyakov S.A., Zasedatelev A.S., Chudinov A.V. // Mol. Biol. 2024. V. 58. P. 534–546. https://doi.org/10.1134/S002689332470016X
- 21. Hsu Y.M., Chang C.C. // Optik. 2015. V. 126. P. 2600–2605. https://doi.org/10.1016/j.ijleo.2015.06.029
- 22. Hung T.Q., Chin W.H., Sun Y., Wolff A., Bang D.D. // Biosens. Bioelectron. 2017. V. 90. P. 217–223. https://doi.org/10.1016/j.bios.2016.11.028
- 23. Sengupta J. // Green Anal. Chem. 2024. V. 10. P. 100119. https://doi.org/10.1016/j.greeac.2024.100119
- 24. Ren K., Zhou J., Wu H. // Accounts Chem. Res. 2013. V. 46. P. 2396–2406. https://doi.org/10.1021/ar300314s
- 25. Jeyachandran Y.L., Mielczarski J.A., Mielczarski E., Rai B. // J. Colloid Interface Sci. 2010. V. 341. P. 136–142. https://doi.org/10.1016/j.jcis.2009.09.007
- 26. Louzi V.C., Campos J.S. // Surfaces Interfaces. 2019. V. 14. P. 98–107. https://doi.org/10.1016/j.surfin.2018.12.005
- 27. Owens D.K. // J. Appl. Polym. Sci. 1975. V. 19. P. 3315–3326. https://doi.org/10.1002/app.1975.070191216
