- Код статьи
- S0132342325020101-1
- DOI
- 10.31857/S0132342325020101
- Тип публикации
- Обзор
- Статус публикации
- Опубликовано
- Авторы
- Том/ Выпуск
- Том 51 / Номер выпуска 2
- Страницы
- 318-328
- Аннотация
- Представлен новый вариант синтетических аналогов олигонуклеотидов, содержащих одновременно два типа модификаций – фосфорилгуанидиновую (PG) межнуклеотидную группу и 2ʹ,4ʹ-замкнутые фрагменты рибозы (LNA) – в составе одного нуклеотидного звена. Показано, что при наличии PG-LNA-звеньев снижается электрофоретическая подвижность олигонуклеотидов, что прежде всего связано с электронейтральностью PG-группы. Также PG-LNA-модификации увеличивают гидрофобность олигонуклеотидов, вследствие чего они характеризуются бо́льшим временем удерживания при обращенно-фазовой хроматографии. Исследована термическая стабильность комплементарных дуплексов, содержащих PG-LNA-олигонуклеотиды. Показано, что температура плавления возрастает на 1.5–4.0°C на модификацию в зависимости от расположения модифицированного звена и ионной силы раствора. При этом методом спектрополяриметрии кругового дихроизма установлено, что пространственная структура комплексов, образованных PG-LNA, отличается от B-формы, что может быть обусловлено наличием LNA-фрагментов, имеющих 3'-эндо-конформацию рибозного кольца. Таким образом, PG-LNA-олигонуклеотиды можно рассматривать как новый частично незаряженный структурный аналог РНК. Основываясь на полученных данных, можно заключить, что PG-LNA-олигонуклеотиды могут быть перспективным инструментом для различных методов выделения и анализа нуклеиновых кислот.
- Ключевые слова
- модифицированные олигонуклеотиды замкнутые нуклеиновые кислоты (LNA) фосфорилгуанидиновые (PG) олигонуклеотиды температура плавления модифицированных дуплексов
- Дата публикации
- 09.11.2025
- Год выхода
- 2025
- Всего подписок
- 0
- Всего просмотров
- 40
Библиография
- 1. Agrawal S., Iyer R.P. // Curr. Opin. Biotechnol. 1995. V. 6. P. 12–19. https://doi.org/10.1016/0958-1669 (95)80003-4
- 2. Clafré S.A., Rinaldi M., Gasparini P., Seripa D., Bisceglia L., Zelante L., Farace M.G., Fazio V.M. // Nucleic Acids Res. 1995. V. 23. P. 4134–4142. https://doi.org/10.1093/nar/23.20.4134
- 3. Wang S.S., Xiong E., Bhadra S., Ellington A.D. // PLoS One. 2022. V. 17. P. 1–16. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0268575
- 4. Bailey J.K., Shen W., Liang X.H., Crooke S.T. // Nucleic Acids Res. 2017. V. 45. P. 10649–10671. https://doi.org/10.1093/nar/gkx709
- 5. Metelev V.G., Oretskaya T.S. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2021. V. 47. P. 179–183. https://doi.org/10.31857/S0132342321020172
- 6. Titze-de-Almeida R., David C., Titze-de-Almeida S.S. // Pharm. Res. 2017. V. 34. P. 1339–1363. https://doi.org/10.1007/s11095-017-2134-2
- 7. Setten R.L., Rossi J.J., Han S.P. // Nat. Rev. Drug Discov. 2019. V. 18. P. 421–446. https://doi.org/10.1038/s41573-019-0017-4
- 8. Fratczak A., Kierzek R., Kierzek E. // Biochemistry. 2009. V. 48. P. 514–516. https://doi.org/10.1021/bi8021069
- 9. Kupryushkin M.S., Pyshnyi D.V., Stetsenko D.A. // Acta Naturae. 2014. V. 6. P. 116–118. https://cyberleninka.ru/article/n/phosphoryl-guanidines-a-new-type-of-nucleic-acid-analogues
- 10. Freier S.M., Altmann K.H. // Nucleic Acids Res. 1997. V. 25. P. 4429–4443. https://doi.org/10.1093/nar/25.22.4429
- 11. Koshkin A.A., Singh S.K., Nielsen P., Rajwanshi V.K., Kumar R., Meldgaard M., Olsen C.E., Wengel J. // Tetrahedron. 1998. V. 54. P. 3607–3630. https://doi.org/10.1016/S0040-4020 (98)00094-5
- 12. Egli M., Minasov G., Teplova M., Kumar R., Wengel J. // Chem. Commun. 2001. V. 1. P. 651–652. https://doi.org/10.1039/B009447L
- 13. Lomzov A.A., Kupryushkin M.S., Shernyukov A.V., Nekrasov M.D., Dovydenko I.S., Stetsenko D.A., Pyshnyi D.V. // Biochem. Biophys. Res. Commun. 2019. V. 513. P. 807–811. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2019.04.024
- 14. Dyudeeva E.S., Kupryushkin M.S., Lomzov A.A., Pyshnaya I.A., Pyshnyi D.V. // Russ. J. Bioorg. Chem. 2019. V. 45. P. 709–718. https://doi.org/10.1134/S1068162019060153
- 15. Golyshev V.M., Pyshnyi D.V., Lomzov A.A. // J. Phys. Chem. B. 2021. V. 125. P. 2841–2855. https://doi.org/10.1021/acs.jpcb.0c10214
- 16. Kaur H., Arora A., Wengel J., Maiti S. // Biochemistry. 2006. V. 45. P. 7347–7355. https://doi.org/10.1021/bi060307w
- 17. Hull C., Szewcyk C., St. John P.M. // Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 2012. V. 31. P. 28–41. https://doi.org/10.1080/15257770.2011.639826
- 18. Wengel J., Koshkin A., Singh S.K., Nielsen P., Meldgaard M., Rajwanshi V.K., Kumar R., Skouv J., Nielsen C.B., Jacobsen J.P., Jacobsen N., Olsen C.E. // Nucleosides Nucleotides. 1999. V. 18. P. 1365–1370. https://doi.org/10.1080/07328319908044718
- 19. Kypr J., Kejnovská I., Renčiuk D., Vorlíčková M. // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37. P. 1713–1725. https://doi.org/10.1093/nar/gkp026
- 20. Marin V., Hansen H.F., Koch T., Armitage B.A. // J. Biomol. Struct. Dyn. 2004. V. 21. P. 841–850. https://doi.org/10.1080/07391102.2004.10506974
- 21. Vivek K., Rajwanshi V.K., Håkansson A.E., Sørensen M.D., Pitsch S., Singh S.K., Kumar K., Nielsen P., Wengel J. // Angewandte Chemie. 2000. V. 112. P. 1722–1725. https://doi.org/10.1002/ (SICI)1521-3757(2000 0502)112:93.0.CO;2-Z
- 22. Stetsenko D.A., Kupryushkin M.S., Pyshnyi D.V. // Int. Application WO2016028187A1, 2016.
- 23. Pavlova A.S., Yakovleva K.I., Epanchitseva A.V., Kupryushkin M.S., Pyshnaya I.A., Pyshnyi D.V., Ryabchikova E.I., Dovydenko I.S. // Int. J. Mol. Sci. 2021. V. 22. P. 9784. https://doi.org/10.3390/ijms22189784
